有关微生物的论文英文文献

融化的溶液会进一步急剧地释放水（Jaenicke, 1971; Lauffer, 1975; Jaenicke and Seckler, 1997）。当今普遍认为，水在维持生物大分子的稳定性及活性的作用如下：1）介电常数（e）。细胞组件均在过量的水中形成和维持，因此，不同物质在强的电介质（~80）而不是在绝对绝缘的环境中（= 1）（Dill, 1990）以弱的相互作用执行着不同的功能。2）对生物分子和水的温度效应。高温不仅改变着水溶剂中生物分子的能量属性（如振动模式）而且其本身的相互作用参数也依赖于温度，两者以一种复杂的方式相互影响。3）霍夫迈斯特效应。当聚电解质表面的电荷密度较高，且盐的浓度较高（如在嗜盐菌）的情况下，静电荷介入由水包围的带电物质的周围并与其水合作用获得的水竞争性结合（Jaenicke，1991b）。此时，除基本的电化学法则外，还需针对不同的电解质考虑大小、带电量、水合作用等特殊因素的影响，它们共同决定了聚合电解质的溶解度（盐溶效应和盐析效应）及其它物理化学和生物学性质。造成“霍夫迈斯特阳离子和阴离子级数”的直接原因是不同离子周围电场强度下水合作用的差异（von Hippel and Schleich, 1969）。 “霍夫迈斯特级数”最早由霍夫迈斯特（1888）提出以解释亲液胶体的凝固现象，后来被广泛用于其他物理，化学和生物学现象（Edsall and Wyman, 1958）。根据对促进中性和碱性蛋白质的溶解性的能力的强弱，将各阳离子和阴离子排序如下：Li+ < Na+ < K+ < NH4+ < Mg2+及SO42- < PO43-< CH3COO- < Citrate3- < Cl- < ClO4- < Br- < I-< SCN-. 增溶作用或沉淀作用可理解为聚电解质（这里指蛋白质）和溶液中的溶质竞争性结合水分子的结果（柯林斯和Washabaugh，1985;鲍德温，1996; Jaenicke和以SECKLER，1997）。胍基的变性作用取决于阴离子就是一个典型的霍夫迈斯特效应。（硫酸胍（[Gdm]2SO4）没有变性作用，而氯化胍（GdmCl）具有强变性作用，硫氰酸胍（GdmSCN）则是最强的离液剂。纯手工，一个个敲进去的，翻译了一个小时，连上下标都改好了，评个最佳答案吧，谢谢啰O(∩_∩)O~

我也不会诶~~~

你在CNKI里面去搜一下这篇文章，原文我没有留，译文留了里面的图表自己补Gas chromatographic-mass spectrometric characterization of some fatty acids from white 和 interior spruce（云杉种子脂肪酸的GC-MS分析）译文出处：. Carrier et al./J. Chromatogr. A715 (1995)317-324外文译文正文：摘要：本文主要是研究测定云杉种子中脂肪酸的成分。一是通过气相色谱分析种子油中获得的脂肪酸甲酯化衍生物。云杉脂肪酸甲酯化衍生物的洗脱时间不受有效标样类别的影响。二是将提取物二乙氨化，并通过气相色谱-质谱进行分析。由所得图谱分析确定样品中含有cis-ll-18:l,cis-5,cis-9-18:2和 和 cis-5,cis-9,cis-12-18:3等脂肪酸。1 引言内陆云杉(Picea glauca engelmannii Complex)是白云杉(Picea glauca) 和恩格尔曼(Picea engelrnannii) 在它们重叠地带的自然杂交品种。它是一种重要的经济作物，在英国的哥伦比亚每年有8千万株的种植量。本文研究的目的是通过胚离体培养的克隆繁殖系统来改进优化云杉的生产。人工种子的生产是研究目的之一，涉及到人工胚乳（幼苗发芽储存物质）的形成。本文的研究旨在为发展人工胚乳，更好的了解云杉幼苗发育的营养需要提供有用的基础数据。云杉种子中含有约30%的脂类物质[1]。和其它裸子植物一样，高脂质含量表明脂类代谢是幼苗获得自养能力前的重要营养供给 [2]。本文测定内陆云杉种子的脂类及其组成。据调查，目前还没有关于云杉种子脂肪酸研究的报道。在前期研究中，用气相色谱法（GC）分析内陆云杉种子脂肪酸的甲酯化产物，但是其中丰度第二的脂肪酸甲酯化产物很难由现有的标准图谱进行确定。这些洗脱峰存在于cis-9,cis-12-18:2和cis-9,cis-12,cis-15-18:3的脂肪酸甲酯衍生物之间。初始GC-MS测定显示分子离子峰与18：3甲酯衍生物相匹配。前人有关白云杉脂肪酸含量的研究中，丰度第二的成分是5，9-18：2。为明确和完善云杉种子脂肪酸成分研究，本文对内陆白云杉种子大量脂肪酸进行测定。通过GC-MS测定不饱和脂肪族的许多方法是可行的。与丙酮、硼酸反应后，接着与临位二元醇作用是确定不饱和双键的常用方法，硅烷基化及甲酯化也是惯常方法[3]。质谱数据结果能提供丰富的资料，但是锇的四氧化物反应过程中存在着潜在危险。研究发现，氢化作用后进行环氧化也能确定不饱和双键的位置[3]，虽然这是一个不错的方法，但两步衍化十分耗时。另一种确定双键位置的方法是在羧基端加入一稳定基团，例如掺入形成酰胺基[4]，双键数可能会在形成质谱图谱时减少。吡咯烷一般作为质谱洗脱脂肪酸识别酰胺的物质[3]。然而，对于未知脂肪酸成分是否含有羟基、环氧基及其他保守基团，二乙胺化是有效的方法[4]。该方法优点是较其他方法容易获得衍生物及进行质谱分析，现已成功应用于对欧洲云杉脂肪酸双键位置的确定[5]。本文报道内陆白云杉种子的总脂类中脂肪酸的含量及种类。脂类提取然后一部分甲酯化，再进行GC分析；另一部分则二乙胺化，并进一步进行GC-MS测定。2 实验部分2 1 化学药品化学药品均达到试剂级别。氯化氢甲醇购买于Supelco Canada Oakville, (Ont., Canada)，二乙胺及冰醋酸分别购于Aldrich(Milwaukee, WI, USA)和Fisher Scientific(Nepean, Ont., Canada)。白云杉和及青冈云杉种子分别由Prairie Farm Rehabilitation Administration(Indian Head, Sask., Canada)和British Columbia Research (Vancouver,BC,Canada)提供。十七碳脂肪酸及其他脂肪酸甲酯化物标品购于Nu-Chek-Prep (Elysian, MN,USA)。 方法初始甲酯化研究根据成熟的方案[6-8]提取内陆云杉种子并进行甲醇反应。十七碳脂肪酸作为内参标品。如前所述对脂肪酸甲酯进行分析[8]。GC-MSGC-MS分析均用Fison 8000型GC-MS仪（Fisons Instruments,Manchester, UK），具60m× 熔融石英毛细管柱（J&W Scientific, Folsom, CA, USA）和与Fison Tri2000质谱四极杆相接的接口。所有样品以逐一注入的模式注入。最初柱温70℃，然后以20℃/min升至180℃，接着以每秒4℃/min升至240℃。GC接口及物料保持在250℃。每以70eV的电子能量从50-510的质量范围重复检测。总脂类提取和二乙氨衍生化作用100mg种子提取中加入异丙醇，用TP型匀浆器（Janke & Kunkel, Germany）以最大速度均质3min；密封并沸水浴5min；冷却后加入 CH2Cl2，室温放置30min，间断漩涡振荡；再加入1ml水及2mlCH2Cl2 。涡旋振荡并830g离心。保留有机相，用2mlCH2Cl2再次抽提水相。合并获得的有机相，蒸发溶剂获得总脂。根据Ref.[5]设计的方案获得二乙氨衍生物。总脂转移至1ml穿刺反应瓶中，反应瓶中含二乙氨和冰醋酸，然后在氮气保护下净化，再密封置于穿刺反应仪（Rockford, IL, USA）中，105℃下反应75min。而后反应混合物转移至带有瓶塞的玻璃试管中。在氮气流中蒸发掉二乙氨，然后加入1ml水及3mlCH2Cl2，涡旋震荡并830g离心。最后蒸发至得到干物质并回收二乙氨衍生物的有机相。3 结果及讨论甲酯化每毫克鲜重的种子直接甲酯化[6]能产生150µg的总脂肪酸。但种方法并不能总是能定量的测定从植物组织中提取出来的脂肪酸。它能够像最初一样很好地测定植物叶片中的脂肪酸，对其他植物组织就未必能起到很好的作用，例如内陆云杉种子。按Hara等人提出的总脂肪酸提取方案，然后再用甲酯化气相色谱分析法，可以测出每毫克鲜重种子300µg范围内的总脂肪酸。上文均用Holbrooketal提出的提取方案和转甲基化方法。内陆云杉种子总脂肪酸的气相色谱-质谱分析结果如图1，通过与标样的保留时间和图谱比较可以得知1、2、3、6的峰值分别代表16:0, 18:0, 9-18:1和9,12-18:2脂肪酸甲酯。根据现有的色谱条件trans-9-18:l和trans-9,trans-12-18:2脂肪酸甲酯的洗脱时间比相应的顺式异构体cis-9-18:1和cis-9,cis-12-18:2脂肪酸甲酯要早。结合植物油脂多为顺式异构体这一事实，可以推知在这次测定中所得的同样应该是顺式异构体。所以在图1.中的峰值3和6可以确定为cis-9-18:1和cis-9,cis-12-18:2脂肪酸甲酯。在图1.（标注为7）的质谱数据图谱中的丰度第二的组分显示的离子峰为292，这和18:3脂肪酸甲酯相匹配，但是它的保留时间与现有的任一标样都不符。同样地，组分5的离子峰为294，显示为一种不明双键位置的18:2二烯酸甲酯。白杉种子总脂肪酸提取物的GC-MS分析结果如图2.所示。从中可以观察到两个物种的脂肪酸甲酯的结构是相似的。离子峰D和E分别是296和294，表明它们分别为18:1和18:2脂肪酸甲酯。图1.中的峰5、7和图2.中的峰D和E对应的物质的结构阐述将在下文介绍。 二乙氨衍生物二乙氨衍生物提供一分子电荷稳定基团给分析物，使其在断片发生之前重新电荷分布产生峰值[3]。以cis-9,cis-12,cis-15-18:3（a-亚麻酸）作为参考物质对这种方法进行了首次评定，依照Ref.[5]介绍的规律解释质谱结果显示：每隔14u出现一个饱和键，而片段在Cn和Cn+1之间被12u所分隔则表示在Cn+1和Cn+2存在一个不饱和双键。可以用这一结论解释二乙氨衍生物质谱分析中的cb-9,cis-12,cis-15-18:3的双键位置。质谱分析结果基本符合Ref.[5]介绍的规律。电子轰击后的二乙氨衍生物的质谱图谱显示于图3的A和B，对应的峰分别是第6和7。图3A显示离子峰为335u，对应的二乙氨衍生物为18:2。片段m/z 198-210和 m/z 238-250的差别表示在C9-C10和C12- C13各存在一个双键，就如Ref.[5]叙述的，经测定该化合物为cis-9,cis-12-18:2。丰度为第二的脂肪酸的二乙氨衍生物被显示于图3B，其离子峰显示为333u，测定对应的物质为18:3的二乙氨衍生物，在m/z 142-154, 196-208 和236-248间存在12u的差异说明在5、9、12三处各有一个双键。而在云杉属中，9,12-18:2表示cis构象，故可以确定该化合物为cis-5,cis-9,cis-12-18:3。电子轰击后，二乙氨衍生物的质谱图谱（图1中对应峰5）不能有效说明双键的所在位置，但白云杉脂肪酸二乙氨衍生物的图谱（图2对应峰E）能有效地说明，如图4A所示：离子峰为335确定为18:2二乙氨衍生物，双键位置分别在碳5、9位，测定为cis-5，cis-9-18:2。图4B中显示的二乙氨衍生物的图谱，在图2中对应着峰D。离子峰337u对应18:1二乙氨衍生物，尽管不是很清晰，但该图谱仍显示在226-238质量单位间存在12u，说明双键位置在碳11、12间，化合物确定为cis-11-18:1。通过比较两种云杉种子的脂肪酸甲酯的保留时间可以推测图1.中的峰值5和图2中的峰值是相同的（即两者都是cis-5,cis-9-18:2）同样的，图2.中的峰值D和图1.中的峰值4也有相似的保留时间。因此初步鉴定它们为cis-11-18:1。图2.中的峰值A、B、C、D、E、F和G被确定为16:0,18:0,cis-9-18:l,cis-i1-18:1,cis-5,cis-9-18:2,cis-9,cis-12-18:2 和cis-5,cis-9,cis-12-18:3。这些脂肪酸在白杉和内陆云杉种子中的分布如表1.所示。白杉和内陆云杉种子的油脂含量分别是鲜重的49±5%和41±1%。相对于其它族的脂肪链来说cis-5,cis-9-18:2和cis-5,cis-9,cis-12-18:3的三乙氨衍生物的图谱在m/z182处均显示出强烈的离子效应。这种强的离子效应可能是由在形成烯丙基片段时两个亚甲基将双键分隔而引起。这一假设是从图3B.和图4A.中的脂肪酸衍生物图谱分析中提出来的。在图3A.和图4B.中的图谱并没有显示出在m/z182强烈的离子效应。脂肪酸cis-5,cis-9,cis-12-18:3 在对[5,9,11] 和 , mariana, obovata, orientalis和sitchensis [10]的研究中都有检测到。我们在P. glauca 和 P. glauca engelmannii Complex的研究中也检测到了这些物质。其他文章[1，12]报道P. glauca中丰度第二的脂肪酸为cis-5,cis-9-18:2，我们实验室所得的P. glauca种子提取物的确含有这些脂肪酸，但却是次要组分，结果见表1.。参考文献[1] . Attree, . Pomeroy 和 . Fowke, Planta, 187 (1992) 395.[2] . Ching, in . Kozlowski (Editor), Seed Biology, Vol. II, Academic Press, New York, 1972, p. 103.[3] L. Hogge 和 J. Millar, in . Giddings et al. (Editors), Advances in Chromatography, Vol. 27, Marcel Dekker, New York, 1987, p. 299.[4] . 和ersson, . Heimermann 和 . Holman, Lipids, 9 (1974) 443.[5] R. Nilsson 和 C. Liljenberg, Phytochem. Anal., 2(1991) 253.[6] J. Browse, . McCourt 和 . Somerville, Anal. Biochem., 152 (1986) 141.[7] A. Hara 和 . Radin, Anal. Biochem., 90 (1978) 420.[8] . Holbrook, . Magus 和 . Taylor, PlantSci., 84 (1992) 99.[9] R. Ekman, Phytochemistry, 19 (1980) 147.[10] . Jamieson 和 Reid, Phytochemistry, 11(1972) 269.[11] M. Olsson, R. Nilsson, P. Norberg, S. von Arnold 和 C. Liljenberg, Plant Physiol. Biochem., 32 (1994) 225.[12] . Attree, . Pomeroy 和 . Fowke, Plant Cell Rep., 13 (1994) 601.

1 病毒很简单 一个细胞的实体是由一个或更多个 DNA或RNA组成的 并且包裹在蛋白质中（除此之外 有时 是包裹在像糖类脂类这样的物质中） 它们只能在活细胞中繁殖 并且寄生于细胞内 2 细菌有时通过注射于活着的寄主体或是有着病毒体配置品的细胞培养物中来培养。净化主要依靠他们相对于其它细胞成分的大体积 他们的高蛋白含量 和 强稳定性。 病毒的浓度可能由病毒体数量 和 可传染的单元的数量决定。3. 所有的病毒都有由包裹在蛋白质壳中的核酸组成的核壳体， 使得它们在结构上有二十面 螺旋且复杂。 这些蛋白质壳是由病原体（原体通过共价键自己组合）组成的。核壳体外包裹着一层膜 4.病毒染色体组的种类数量比真核生物原核生物的种类数量大得多 它们可以是单股的或者是双股的DNA或RNA。 核酸可以是线性的 封闭的圆 或者两者都有点。5.病毒是通过它自身核酸的性质 衣壳的对称性 有无薄膜 他们的寄主 被动物或植物病毒导致的疾病 或其它特性分类的。靠 累死爹了。。。。

Inhibition of growth, and effects on nutrient uptake of arctic graminoids by leaf extracts — allelopathy or resource competition between plants and microbes?Anders Michelsen;;Inger K. Schmidt;;Sven Jonasson;;John Dighton;;Helen E. Jones;;Terry V. Callaghan Oecologia 1995-4 Springer期刊